BACE Técnicas de Laboratorio — Questions and Answers
Question 1: Al usar una micropipeta de 200 µL ajustada a 150 µL, ¿cuál es el procedimiento correcto para aspirar el líquido?
- A. Presionar el émbolo hasta el segundo tope antes de sumergir la punta, luego soltar lentamente al primer tope
- B. Sumergir la punta, presionar hasta el primer tope, retirar y luego presionar hasta el segundo tope
- C. Presionar hasta el primer tope antes de sumergir la punta, sumergir y soltar lentamente para aspirar (Correct answer)
- D. Sumergir la punta sin presionar el émbolo y dejar que el líquido ascienda por capilaridad
Correct answer: C. Presionar hasta el primer tope antes de sumergir la punta, sumergir y soltar lentamente para aspirar
La técnica correcta de pipeteo: (1) Presionar el émbolo hasta el primer tope de paro antes de introducir la punta en el líquido. (2) Sumergir la punta 2–3 mm. (3) Soltar el émbolo lentamente para aspirar el volumen calibrado. Para dispensar: presionar hasta el primer tope para expeler el volumen, luego hasta el segundo tope para eliminar la última gota. Invertir el orden provoca aspiración de burbujas o volúmenes inexactos.
Question 2: ¿Cuál es el propósito de usar un rotor de ángulo fijo versus un rotor de balanceo oscilante en centrifugación?
- A. El rotor de ángulo fijo es más lento pero separa mejor macromoléculas grandes
- B. El rotor de balanceo oscilante produce pellets más compactos y es preferido para separar organelos
- C. El rotor de ángulo fijo genera mayor fuerza centrífuga relativa para tamaño equivalente; el balanceo oscilante da bandas más nítidas en gradiente de densidad (Correct answer)
- D. Ambos rotores funcionan igual; la elección es solo por preferencia del operador
Correct answer: C. El rotor de ángulo fijo genera mayor fuerza centrífuga relativa para tamaño equivalente; el balanceo oscilante da bandas más nítidas en gradiente de densidad
El rotor de ángulo fijo mantiene los tubos en ángulo fijo (20–45°), genera mayor fuerza centrífuga para su tamaño y produce pellets más rápido; ideal para precipitar partículas. El rotor de balanceo oscilante (swing-out) permite que los tubos cuelguen verticalmente durante la centrifugación, lo que produce bandas más nítidas y resolución superior en gradientes de densidad (sacarosa o CsCl), útil para isopicnic banding de ADN y separación de organelos.
Question 3: En espectrofotometría UV-Vis, ¿qué mide la absorbancia (A) de una solución a 280 nm?
- A. La concentración de ADN bicatenario
- B. La concentración de proteínas, principalmente por los residuos de triptófano y tirosina (Correct answer)
- C. La actividad enzimática en unidades por mililitro
- D. La concentración de ARN mensajero
Correct answer: B. La concentración de proteínas, principalmente por los residuos de triptófano y tirosina
La absorbancia a 280 nm (A280) es el método estándar para cuantificar proteínas en solución porque los aminoácidos aromáticos triptófano (Trp) y tirosina (Tyr), y en menor medida la fenilalanina (Phe), absorben fuertemente la luz UV a 280 nm. El ADN y ARN absorben principalmente a 260 nm (bases nitrogenadas). La relación A260/A280 evalúa la pureza ácido nucleico/proteína.
Question 4: ¿Cuál es la fuerza centrífuga relativa (RCF o xg) cuando una centrífuga gira a 3,000 rpm con un radio de rotor de 10 cm?
- A. Aproximadamente 300 xg
- B. Aproximadamente 1,000 xg (Correct answer)
- C. Aproximadamente 3,000 xg
- D. Aproximadamente 9,000 xg
Correct answer: B. Aproximadamente 1,000 xg
RCF = 1.118 × r(cm) × (rpm/1000)² = 1.118 × 10 × (3)² = 1.118 × 10 × 9 ≈ 1,006 xg, es decir aproximadamente 1,000 xg. La fuerza centrífuga relativa (RCF) en múltiplos de la gravedad (g) es la medida estandarizada para protocolos de centrifugación, ya que las rpm varían según el radio del rotor.
Question 5: ¿Qué técnica permite separar fragmentos de ADN por tamaño utilizando un campo eléctrico en un gel de agarosa?
- A. Cromatografía de intercambio iónico
- B. Electroforesis en gel de agarosa (Correct answer)
- C. Filtración en gel (cromatografía de exclusión por tamaño)
- D. Isoelectroenfoque
Correct answer: B. Electroforesis en gel de agarosa
La electroforesis en gel de agarosa separa fragmentos de ADN (o ARN) por tamaño. El ADN tiene carga negativa a pH neutro (por sus grupos fosfato), por lo que migra hacia el ánodo (+). Los fragmentos pequeños migran más rápido a través de la matriz de agarosa. Los fragmentos se visualizan con bromuro de etidio o SYBR Green bajo luz UV, comparando con un marcador de peso molecular.
Question 6: Al calibrar una balanza analítica, ¿cuál es la práctica correcta antes de pesar reactivos?
- A. Tarar la balanza con el contenedor vacío sobre el plato de pesaje (Correct answer)
- B. Pesar el reactivo directamente sobre el plato metálico sin contenedor
- C. Usar la balanza inmediatamente sin verificar la posición de nivel ni realizar tara
- D. Calibrar la balanza solo cuando los resultados parezcan incorrectos
Correct answer: A. Tarar la balanza con el contenedor vacío sobre el plato de pesaje
La práctica correcta incluye: (1) Nivelar la balanza verificando la burbuja de nivel. (2) Colocar el recipiente vacío (papel de pesaje, vaso, etc.) sobre el plato. (3) Presionar el botón de tara (TARE/ZERO) para establecer el cero de referencia. (4) Añadir el reactivo y leer la masa. Esto asegura que solo se mida la masa del reactivo, eliminando la contribución del contenedor.
Question 7: ¿Qué es la longitud de onda de máxima absorbancia (λmax) y por qué es importante en espectrofotometría?
- A. La longitud de onda donde la solución transmite más luz; se usa para minimizar el error de medición
- B. La longitud de onda donde la absorbancia es máxima; permite mayor sensibilidad y cumple la ley de Beer-Lambert más lineal (Correct answer)
- C. La longitud de onda donde todas las soluciones absorben igual, útil para estandarización
- D. La longitud de onda a la que el disolvente no absorbe; permite medir el soluto directamente
Correct answer: B. La longitud de onda donde la absorbancia es máxima; permite mayor sensibilidad y cumple la ley de Beer-Lambert más lineal
El λmax es la longitud de onda donde un compuesto absorbe luz con máxima intensidad. Medir a λmax proporciona: (1) Mayor sensibilidad (máxima absorbancia = mayor señal). (2) La región más lineal de la curva de calibración según la Ley de Beer-Lambert (A = εcl). (3) Menor variación frente a cambios pequeños en la longitud de onda, reduciendo el error instrumental.
Question 8: ¿Cuál es el uso correcto de un hemocitómetro (cámara de Neubauer) para contar células?
- A. Contar todas las células en el cuadrado central de 1 mm × 1 mm, sin dilución previa
- B. Diluir la muestra de células, cargar la cámara, contar las células en los cuadrantes definidos y aplicar el factor de dilución y el volumen de la cámara (Correct answer)
- C. Centrifugar las células, resuspender en 1 mL y medir la absorbancia a 600 nm
- D. Teñir las células con azul tripán y contarlas exclusivamente en la cuadrícula exterior
Correct answer: B. Diluir la muestra de células, cargar la cámara, contar las células en los cuadrantes definidos y aplicar el factor de dilución y el volumen de la cámara
El procedimiento estándar con hemocitómetro: (1) Diluir células si es necesario (típicamente 1:2 con azul tripán para viabilidad). (2) Cargar 10 µL bajo el cubreobjetos limpio. (3) Contar células en los cuatro cuadrantes de esquina (1 mm²) y el central. (4) Calcular: Células/mL = promedio de células por cuadrante × factor de dilución × 10⁴ (factor del volumen de cámara: 0.1 mm profundidad × 1 mm² = 10⁻⁴ mL). El azul tripán tiñe células muertas (membranas comprometidas) para distinguirlas de células vivas.
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Al usar una micropipeta de 200 µL ajustada a 150 µL, ¿cuál es el procedimiento correcto para aspirar el líquido?